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Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 12546 (2023) Citar este artículo

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Se investigaron los efectos de la suplementación con β-mananasa en dietas con energía metabolizable (ME) reducida que contenían xilanasa-fitasa sobre el rendimiento del crecimiento, la puntuación fecal, el grosor de la grasa dorsal y la profundidad del lomo mediante ultrasonido, el perfil sanguíneo, la digestibilidad total aparente del tracto (ATTD), la digestibilidad. tasa de paso y microbioma fecal en cerdos de engorde (n = 40, 26,09 ± 0,96 kg) asignados aleatoriamente en 4 tratamientos: una dieta de control que contenía fitasa y xilanasa aisladas valoradas en 40 kcal de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorado en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorado en 45 kcal de EM/kg) (CD85) y CD0 + β-mananasa (0,3 g /kg valorado en 60 kcal de EM/kg) (CD100). El rendimiento del crecimiento no se vio afectado en los cerdos alimentados con dietas reducidas en EM que contenían β-mananasa. Los cerdos con CD100 tenían una concentración sérica de IL-1β más baja y se observó una IL-10 más alta en los cerdos con CD0 que en los alimentados con β-mananasa. Los coeficientes de ATTD y ATTD de MS y PB fueron mayores en los animales alimentados con CD85 o CD100. Los cerdos con CD85 tuvieron una mayor riqueza de diversidad alfa pero una menor proporción Firmicutes:Bacteroidota. Acidaminococcaceae y Ruminococcaceae fueron más abundantes en cerdos alimentados con CD0, pero menores para Christensenellaceae NSJ-63 y NSJ-63 sp014384805. Los cerdos en CD85 mostraron mayor abundancia de Bacteroidaceae y Prevotella, y menor de Streptococcaceae y Streptococcus. En conclusión, la suplementación con β-mananasa en dietas que contienen xilanasa-fitasa ahorró de 85 a 100 kcal de EM/kg al apoyar el crecimiento y mejorar la digestibilidad de los nutrientes en cerdos de engorde.

La harina de maíz y de soja son los ingredientes de origen vegetal más utilizados a nivel mundial en las formulaciones de dietas para cerdos, pero contienen entre un 6% y un 17% de polisacáridos sin almidón que no son digeribles para los monogástricos1. Además, los factores antinutricionales como los inhibidores de la tripsina, los factores antigénicos, los fitatos, los β-mananos2,3 y los xilanos4 comprometen el uso de nutrientes. En consecuencia, el uso de enzimas exógenas en las dietas tiene el papel de reducir los efectos negativos de los factores antinutricionales, promover una mayor digestión y asimilación de nutrientes y mejorar la salud y el crecimiento de cerdos y aves5.

Aunque se ha prestado cada vez más atención al uso de enzimas exógenas en la nutrición porcina, pocos estudios han considerado la combinación de enzimas β-mananasa-xilanasa-fitasa. Todavía no está claro acerca de los efectos de "fósforo adicional" de la fitasa al proporcionar energía adicional6, y la acción favorable de la β-mananasa sobre la respuesta inmune y el microbioma intestinal al degradar los β-mananos7,8. Además, hay poco acuerdo sobre la asociación de xilanasa-fitasa en la liberación de más ácido fítico9 y en la modulación del crecimiento de microorganismos patógenos al reducir la viscosidad de la digesta en cerdos10.

En conjunto, Petry et al.11 descubrieron que la suplementación con xilanasa en dietas ricas en fibra para cerdas promovía una mayor diversidad microbiana en el contenido cecal y la mucosa colónica. Además, Zhang et al.12 evidenciaron que la suplementación con fitasa en las dietas de cerdos de engorde mejoraba la capacidad antioxidante intestinal y el sistema inmunológico. También hay un informe que indica que la suplementación con β-mananasa redujo la diarrea post-destete en lechones3. Se observó una reducción del espesor de la grasa dorsal y una mayor concentración de glucosa en sangre en cerdos alimentados con dietas suplementadas con β-mananasa-xilanasa13. Sin embargo, los efectos de la β-mananasa suplementada en dietas reducidas en EM que contienen xilanasa-fitasa no se han abordado hasta ahora sobre la respuesta inmune sanguínea y el nivel del ecosistema intestinal en cerdos de engorde.

Aquí, nuestra hipótesis es que la suplementación con β-mananasa en dietas reducidas en EM que contienen xilanasa-fitasa promueve la diversidad bacteriana beneficiosa al aumentar la ATTD y mejora la respuesta inmune al ahorrar gasto energético y, en consecuencia, promueve la salud en los cerdos. Por lo tanto, se realizó un estudio para evaluar la suplementación de β-mananasa en dietas reducidas en EM que contienen xilanasa-fitasa y sus efectos sobre el rendimiento del crecimiento, la puntuación fecal, el espesor de la grasa dorsal y la profundidad del lomo por ultrasonido, el perfil bioquímico e inmunológico de la sangre, ATTD, Tasa de paso total de la digesta y microbioma fecal en cerdos en crecimiento.

El rendimiento del crecimiento, el espesor de la grasa dorsal y la profundidad del lomo evaluados por ultrasonido no se vieron afectados en cerdos alimentados con dietas reducidas en ME suplementadas con β-mananasa (Tabla 1). Hubo una tendencia (P = 0,082) a una mayor puntuación de consistencia fecal en los cerdos de crecimiento I alimentados con CD70 en comparación con CD85 y CD100, pero resultados intermedios en los animales con CD0.

No hubo efecto del tratamiento dietético sobre el perfil bioquímico sanguíneo; sin embargo, se observó una tendencia (P = 0,057) de mayor concentración de triglicéridos en sangre en los cerdos alimentados con CD0 en comparación con CD85 y CD100, pero resultados intermedios en los animales alimentados con CD70 (Tabla 2).

Los cerdos alimentados con la dieta CD100 tuvieron (P <0,05) una concentración sérica de IL-1β más baja en comparación con los animales que recibieron la dieta CD0 (Fig. 1A). No hubo efecto del tratamiento dietético sobre la concentración sérica de las citocinas IL-4 (Fig. 1B), IL-6 (Fig. 1C) e IL-8 (Fig. 1D). Sin embargo, se observó una reducción en la concentración sérica de IL-10 (P <0,05) en los cerdos alimentados con dietas suplementadas con β-mananasa que en los animales alimentados con CD0 (Fig. 1E). La interleucina IL-12/23p40 fue la citocina que presentó mayor concentración entre todas las citocinas evaluadas (Fig. 1F). No hubo efecto del tratamiento dietético sobre la concentración sérica de la citocina IFN-α (Fig. 1G). Todos los resultados estuvieron por debajo del límite de detección para la concentración de IFN-γ (Fig. 1H) y no se observó ningún efecto del tratamiento dietético sobre la concentración de TNF-α (Fig. 1I).

Detección simultánea de la concentración sérica (pg/mL) de IL-1β (A), IL-4 (B), IL-6 (C), IL-8 (D), IL-10 (E), IL-12/ 23p40 (F), IFN-α (G), IFN-γ (H) y TNF-α (I) en cerdos de engorde (n = 8 por tratamiento) alimentados con 1 de 4 tratamientos dietéticos: una dieta de control que contenía fitasa aislada y xilanasa valorada en 40 kcal de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorada en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorada en 45 kcal de EM/kg) (CD85), y CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 60 kcal de EM/kg) (CD100). Cada uno de los puntos representa una muestra, el eje vertical representa el rango de valores y el eje horizontal se refiere a la mediana. Las medias difirieron utilizando la prueba de Kruskal-Wallis con el post hoc de Dunn (P <0,05).

Los resultados notables fueron los coeficientes ATTD más altos (P <0,05) de MS y OM en animales alimentados con dietas CD85 o CD100 en comparación con cerdos alimentados con dietas CD0, pero resultados intermedios en animales alimentados con CD70 (Tabla 3). Se obtuvo un coeficiente ATTD de PB más bajo (P < 0,05) en los cerdos alimentados con dietas CD0 o CD70 en comparación con aquellos alimentados con CD85 o CD100. Además, los cerdos alimentados con dietas CD85 tuvieron un coeficiente ATTD de GE mayor (P <0,05) que los alimentados con CD0, pero se encontraron resultados intermedios en animales alimentados con CD70 o CD100. Curiosamente, se observó una mayor (P < 0,05) ATTD de MS y PC en los cerdos alimentados con dietas CD85 o CD100 en comparación con los alimentados con CD0, y una mayor ATTD de PC en los cerdos alimentados con dietas CD85 o CD100 que los animales alimentados con dietas CD70. Sin embargo, no hubo diferencias entre los tratamientos dietéticos en la tasa de paso total del digesto.

No hubo efecto del tratamiento dietético sobre el Chao1, las OTU observadas y los índices de Fisher (Fig. 2A, B y C, respectivamente). Curiosamente, los resultados del análisis de diversidad alfa indicaron una diferencia (P <0,05) en los índices de Simpson, Shannon y Pielou en cerdos alimentados con dieta CD85 en comparación con animales que consumieron dieta CD100 (Fig. 2D, E y F, respectivamente). Además, no se observó ningún efecto sobre la diversidad beta estimada por los parámetros Bray-Curtis, Jaccard y Unifrac (Fig. 3A, B y C, respectivamente); sin embargo, hubo una tendencia (P = 0,068) en el análisis de diversidad beta mediante el parámetro Unifrac ponderado (Fig. 3D).

Diversidad alfa estimada mediante los parámetros Chao1 (A), OTU observadas (B), Fisher (C), Simpson (D), Shannon (E) y Pielou (F) en cerdos de engorde (n = 6 por tratamiento) alimentados con 1 de 4. tratamientos dietéticos: dieta control que contiene fitasa y xilanasa aisladas valoradas en 40 kcal de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valoradas en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β- mananasa (0,3 g/kg valorada en 45 kcal de EM/kg) (CD85), y CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorada en 60 kcal de EM/kg) (CD100). Las medias difirieron mediante la prueba de Wilcoxon (P < 0,05).

Diversidad beta estimada mediante los parámetros Bray-Curtis (A), Jaccard (B), Unifrac (C) y Unifrac ponderado (D) en cerdos de engorde (n = 6 por tratamiento) alimentados con 1 de 4 tratamientos dietéticos: una dieta de control que contenía aislados fitasa y xilanasa valoradas en 40 kcal de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valoradas en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valoradas en 45 kcal de EM/kg) (CD85), y CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 60 kcal de EM/kg) (CD100).

En el presente estudio, los filos más abundantes fueron Firmicutes, Bacteroidota (anteriormente descrito como Bacteroidetes), Spirochaetota (anteriormente descrito como Spirochaetes) y Cyanobacteria (Fig. 4A). Además, las clases Clostridia, Bacteroidia, Negativicutes, Bacilli, Spirochaetia y Vampirovibrionia mostraron las mayores abundancias (Fig. 4B). Los órdenes más abundantes fueron Bacteroidales, Oscillospirales, Lachnospirales, Lactobacillales, Christensenellales, Treponematales, Veillonellales, Acidaminococcales, Selenomonadales, Clostridiales y Gastranaerophilales (Fig. 4C). Las familias Bacteroidaceae, Oscillospiraceae, Muribaculaceae, Lachnospiraceae, Acutalibacteraceae, Christensenellaceae, Streptococcaceae, Treponemataceae, Ruminococcaceae, Acidaminococcaceae, Megasphaeraceae, Selenomonadaceae, Clostridiaceae, Lactobacillaceae, Dialisteraceae y Gastranaerophilaceae tuvieron relativa abundancia (Fig. 4D). Los géneros que tuvieron abundancia relativa fueron Prevotella, Sodaliphilus, Christensenellaceae NSJ-63, Streptococcus, Treponema, Oscillospiraceae UBA1777, Paramuribaculum, Phascolarctobacterium, Megasphaera, Oscillospiraceae ER4, Selenomonas y Dialister (Fig. 4E). Las especies que mostraron abundancia relativa fueron Sodaliphilus sp004557565, NSJ-63 sp014384805, UBA1777 sp002320035, Paramuribaculum intestinale, Phascolarctobacterium succinatutens, ER4 sp000765235, Megasphaera elsdenii y Prevotella sp000436595 (Fig. 4F).

La abundancia relativa de filos (A), clases (B), órdenes (C), familias (D), géneros (E) y especies (F) se presenta en cerdos de engorde (n = 6 por tratamiento) alimentados con 1 de 4 tratamientos dietéticos. : una dieta de control que contiene fitasa y xilanasa aisladas valoradas en 40 kcal de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valoradas en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β-mananasa ( 0,3 g/kg valorado en 45 kcal de EM/kg) (CD85), y CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorado en 60 kcal de EM/kg) (CD100).

La familia Acidaminococcaceae fue más abundante (P <0,05) en los cerdos alimentados con CD0 en comparación con los animales alimentados con CD70 (Fig. 5A). Además, los animales que consumieron la dieta CD85 mostraron (P <0,05) una mayor abundancia en la familia Bacteroidaceae que aquellos alimentados con dietas CD0 o CD100 (Fig. 5B). La familia Ruminococcaceae fue más abundante (P <0,05) en los cerdos alimentados con la dieta CD0 en comparación con los animales que recibieron la dieta CD100 (Fig. 5C). Sin embargo, los animales que consumieron la dieta CD0 mostraron (P <0,05) mayor abundancia en la familia Streptococcaceae (Fig. 5D) y en el género Streptococcus que aquellos alimentados con la dieta CD85 (Fig. 6C).

Abundancia relativa de Acidaminococcaceae (A), Bacteroidaceae (B), Ruminococcaceae (C) y Streptococcaceae (D) en cerdos de engorde (n = 6 por tratamiento) alimentados con 1 de 4 tratamientos dietéticos: una dieta de control que contenía fitasa y xilanasa aisladas valoradas en 40 kcal de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 45 kcal de EM/kg ) (CD85), y CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 60 kcal de EM/kg) (CD100). Las medias difirieron mediante la prueba de Wilcoxon (P < 0,05).

Abundancia relativa de Christensenellaceae NSJ-63 (A), Prevotella (B) y Streptococcus (C) en cerdos de engorde (n = 6 por tratamiento) alimentados con 1 de 4 tratamientos dietéticos: una dieta de control que contenía fitasa y xilanasa aisladas valoradas en 40 kcal. de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 45 kcal de EM/kg) (CD85), y CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 60 kcal de EM/kg) (CD100). Las medias difirieron mediante la prueba de Wilcoxon (P < 0,05).

El género Christensenellaceae NSJ-63 (Fig. 6A) y la especie NSJ-63 sp014384805 (Fig. 7) fueron más abundantes (P <0,05) en los cerdos que recibieron la dieta CD70 en comparación con los animales alimentados con la dieta CD0. Además, los cerdos que consumieron la dieta CD85 exhibieron (P <0,05) una mayor abundancia del género Prevotella que los animales alimentados con la dieta CD100 (Fig. 6B). Los cerdos alimentados con la dieta CD100 exhibieron (P <0,05) una relación Firmicutes:Bacteroidota (FBR) más alta en comparación con los animales que recibieron la dieta CD85 (Fig. 8).

Abundancia relativa de NSJ-63 sp014384805 en cerdos de engorde (n = 6 por tratamiento) alimentados con 1 de 4 tratamientos dietéticos: una dieta de control que contenía fitasa y xilanasa aisladas valoradas en 40 kcal de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa ( 0,3 g/kg valorado en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorado en 45 kcal de EM/kg) (CD85), y CD0 + β-mananasa (0,3 g/ kg valorado en 60 kcal de EM/kg) (CD100). Las medias difirieron mediante la prueba de Wilcoxon (P < 0,05).

Ratio Firmicutes:Bacteroidetes (FBR) en cerdos de engorde (n = 6 por tratamiento) alimentados con 1 de 4 tratamientos dietéticos: una dieta de control que contenía fitasa y xilanasa aisladas valoradas en 40 kcal de EM/kg (CD0), CD0 + β-mananasa ( 0,3 g/kg valorado en 30 kcal de EM/kg) (CD70), CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorado en 45 kcal de EM/kg) (CD85), y CD0 + β-mananasa (0,3 g/ kg valorado en 60 kcal de EM/kg) (CD100). Las medias difirieron mediante la prueba de Wilcoxon (P < 0,05).

En el presente estudio, los animales se mantuvieron sanos durante todo el período experimental. En general, los animales alimentados con dietas reducidas en EM suplementadas con β-mananasa no mostraron ningún deterioro en el rendimiento del crecimiento en comparación con los animales que consumieron la dieta CD0. Anteriormente, una reducción de 61 kcal EM/kg en la dieta suplementada con 0,01% xilanasa afectó el CMD y G:F en cerdos de engorde, pero no se observó influencia con reducciones de 25 kcal EM/kg y 24 kcal EM/kg en la dieta de cerdos de engorde13. Además, las dietas con una reducción de 120 kcal de EM/kg cuando se suplementaban con 0,05% de mananasa sola afectaron negativamente el rendimiento de los cerdos de engorde14.

Aunque el presente estudio evidenció una pérdida de respuesta en el espesor de la grasa dorsal y la profundidad del lomo mediante ultrasonidos, existe una brecha entre los diferentes estudios para esta variable13,14, debido a que puede ocurrir una utilización gradual de la energía dietética promovida por la suplementación con enzimas exógenas en cerdos alimentados con dietas. sin reducción de EM13. Este resultado sugirió que la energía adicional proporcionada por las enzimas probadas en la dieta CD0 no promovió la deposición de grasa ni cambió la profundidad del lomo en cerdos de engorde, como observaron Cho et al.14 y Silva et al.6.

En el presente estudio, con respecto al contenido de polisacáridos no almidonados (PNA) presentes en el grano de maíz (7,86% PB) y la harina de soja (45,4% PB), las dietas experimentales basadas en materia natural estuvieron compuestas por 6,8% a 16,4% de PNA. , respectivamente1. El efecto combinado de las enzimas probadas promovió una mayor ATTD de nutrientes y energía digerible, porque se produce una degradación de NSP para proporcionar energía extra al animal13. Además, la hidrólisis de los carbohidratos estructurales en unidades más pequeñas produce energía adicional para el metabolismo de los cerdos cuando se alimentan con dietas que contienen β-mananasa7 y xilanasa9. También deben tenerse en cuenta los efectos de la fitasa sobre la hidrólisis del fitato y la disponibilidad de aminoácidos que pueden proporcionar energía6; sin embargo, esta mejora en la digestibilidad de los aminoácidos ha sido inconsistente15.

El rendimiento del crecimiento de los animales no se vio comprometido y, por lo tanto, confirmó los beneficios en el ahorro de energía cuando las dietas se complementan con β-mananasa debido al aumento de la actividad de las enzimas del huésped7. Esta enzima tiene la función de reducir el gasto energético al descomponer los β-mananos presentes en ingredientes de origen vegetal que promueven una activación inmune innecesaria, como informaron Vangroenweghe et al.3. Este hecho se reflejó en mayores coeficientes de ATTD de nutrientes y energía en los cerdos alimentados con dietas CD85 o CD100 porque las enzimas probadas también reducen la viscosidad del digesto por la descomposición de NSP13, aumentan la disponibilidad de nutrientes, mejoran la integridad y funcionalidad de la mucosa intestinal. y minimizar la presencia de sustratos fermentables indeseables en el intestino delgado distal5,8,11. Como resultado, hay una mayor absorción de nutrientes por parte de los enterocitos en el intestino delgado de los cerdos2.

En el estudio actual, una reducción de 70 kcal de EM/kg en dietas suplementadas con β-mananasa que contenía xilanasa-fitasa no promovió una mayor ATTD en los cerdos, pero la ingesta diaria de alimento fue similar entre los animales como un intento de compensar la menor cantidad de nutrientes. ATTD. Tal resultado no afectó negativamente el rendimiento del crecimiento, ni en trastornos intestinales como la alteración de la puntuación fecal y la tasa de paso de la digestión. Esto comprometería el uso de nutrientes debido a un menor contacto entre la enzima y el sustrato metabolizable11. Este hallazgo indicó que los efectos de la ATTD por las enzimas probadas se ven directamente afectados por el contenido de EM en las dietas, de acuerdo con lo informado por Cho et al.14.

Con respecto al perfil bioquímico sanguíneo, aunque fue clara una tendencia en la concentración de triglicéridos ya que el contenido de ME se redujo probablemente debido a los niveles de aceite de soja en las dietas, no observamos ningún efecto de los tratamientos dietéticos. Además, la mejora de la ATTD en nutrientes y energía no se reflejó en alteraciones en el perfil bioquímico sanguíneo, contrariamente a lo informado por Cho y Kim13, quienes observaron un aumento en la concentración de glucosa en cerdos en crecimiento alimentados con una dieta reducida en 120 kcal EM/kg que contenía un complejo de 0,025% de mananasa y 0,025% de xilanasa. Los autores antes mencionados atribuyeron este resultado al hecho de que la enzima β-mananasa-xilanasa hidrolizó con éxito la NSP. Un estudio previo informó que los β-mananos interfieren con el metabolismo glucémico al alterar las concentraciones de glucosa e insulina en sangre16, hecho no observado en el presente estudio.

En particular, los animales alimentados con la dieta CD100 mostraron una reducción en la concentración sérica de IL-1β en comparación con los animales alimentados con la dieta sin suplementos de β-mananasa. Este hecho se atribuye al potencial de la β-mananasa para regular la respuesta inflamatoria7 que puede ejercer efectos negativos sobre la salud de los animales. Nuestro resultado corrobora el informe de Kiarie et al.8, quienes observaron una menor concentración sérica de IL-1α en cerdos jóvenes alimentados con dietas basadas en β-mananasa. Los autores relacionaron este resultado con la prevención de la β-mananasa en una respuesta inmune que exige un gasto energético innecesario, porque hay una inducción de citoquinas proinflamatorias como la IL-1β por la NSP a través de la estimulación de los macrófagos17.

En nuestro estudio, la suplementación con β-mananasa en las dietas suprimió fuertemente la producción de la citoquina IL-10, pero no hubo alteraciones en IL-4, IL-6, IL-8, IL-12/23p40, IFN-alfa, IFN- gamma y TNF-alfa. Estos diferentes resultados sugieren que la β-mananasa en la dieta provoca un estado de dominancia en las células T colaboradoras 2 (Th2) debido a su capacidad para reducir el efecto alergénico de los β-mananos, promoviendo un cambio en la respuesta inmune. Sin embargo, estos hallazgos deben interpretarse con cautela porque la IL-1β actúa como un mediador inflamatorio que es suprimido por las células Th2 mediante la promoción de la producción de IL-1018, lo que difiere de los resultados encontrados en cerdos alimentados con dieta CD0.

La diversidad bacteriana presente en el tracto gastrointestinal juega un papel en la modulación de la funcionalidad intestinal y es esencial para el metabolismo y la ATTD de los nutrientes4,5. En general, el equilibrio de la microbiota comensal es fundamental para la salud del huésped (por ejemplo, cerdos) porque está vinculado a la diversidad de géneros y especies, que reducen y protegen contra la invasión de patógenos, además de sintetizar sustancias antimicrobianas19. Además, los filos Firmicutes y Bacteroidota fueron los más abundantes en el microbioma intestinal de los cerdos, con importancia para el mantenimiento de la homeostasis gastrointestinal20. Esto está en la misma línea de resultados que Kim et al.21 y Gresse et al.22.

Los resultados indicaron que la suplementación con β-mananasa en dietas reducidas en EM promovió cambios sorprendentes en la abundancia de poblaciones microbianas, demostrando una capacidad para favorecer la ecología microbiana intestinal, como lo informaron Kiarie et al.8, quienes afirmaron una modulación beneficiosa en la microbiota intestinal. debido a los efectos positivos de la enzima β-mananasa (p. ej., reducción de bacterias patógenas y de inflamación intestinal). Esto se observó en mayores medidas de diversidad alfa en cerdos alimentados con dieta CD85 en comparación con animales alimentados con dieta CD100, y se observó una tendencia en la diversidad beta. Estas diferencias en la diversidad microbiana podrían estar respaldadas por la mayor ATTD de nutrientes y sustratos disponibles exclusivamente para la microbiota en el intestino grueso11. Sin embargo, en el estudio actual, la reducción de la EM en las dietas para cerdos puede haber afectado la diversidad alfa, independientemente de la suplementación con β-mananasa, ya que no hubo diferencias entre los animales alimentados con dietas CD0 y CD85. Nuestra hipótesis es que la reducción de 100 kcal de EM/kg de dieta promovió cambios en la composición del microbioma fecal porque esto puede alterar la disponibilidad y composición de los sustratos para la fermentación microbiana. Aunque los animales que recibieron las dietas CD85 o CD100 tuvieron los coeficientes ATTD más altos, la liberación de azúcares y nitrógeno de los ingredientes vegetales mediante la acción de las enzimas β-mananasa-xilanasa8 puede haber tenido fines distintos a los de la microbiota intestinal de los cerdos alimentados con Dieta CD100.

Evidenciamos que los cerdos alimentados con una dieta reducida de 100 kcal EM/kg mostraron una menor abundancia de microorganismos de la familia Ruminococcaceae, responsables de la producción de xilanasas, celulasas, α-glucosidasas, α- y β-galactosidasas para una mejor utilización de la energía23. Además, estos microorganismos degradan y metabolizan los carbohidratos complejos de las plantas24. Cuando se reduce la EM de la dieta, se puede alterar la disponibilidad de carbohidratos fermentables y sustratos de fibra. En consecuencia, esto puede afectar el crecimiento y la actividad de la familia Ruminococcaceae, lo que podría provocar cambios en su abundancia o funciones dentro del microbioma intestinal.

La abundancia de la familia Acidaminococcaceae en cerdos se asocia con una mayor producción de ácidos grasos de cadena corta, como lo demuestran Zhang et al.25. Sin embargo, algunos miembros de esta familia se consideran indeseables en la composición de la microbiota intestinal, pero se sabe poco sobre el papel y la función específica de la familia Acidaminococcaceae26, lo que dificulta interpretar nuestro resultado como un efecto beneficioso. Un contenido reducido de ME en la dieta puede dar lugar a una menor disponibilidad de aminoácidos, porque los aminoácidos se utilizan como fuente de energía en casos inherentes (por ejemplo, contenido energético reducido). Este cambio en la disponibilidad de nutrientes puede influir en la abundancia relativa de miembros de la familia Acidaminococcaceae, porque participa en los procesos metabólicos de la fermentación de aminoácidos27, lo que podría provocar cambios en el tamaño de su población. En el presente estudio, todas las dietas fueron isoaminoácidas y la diferencia observada fue entre los animales alimentados con dietas CD0 en comparación con los alimentados con CD70. Por lo tanto, se necesitan investigaciones adicionales para comprender mejor los efectos de las enzimas probadas en dietas reducidas en EM en la familia de cerdos de engorde Acidaminococcaceae.

La mayor abundancia relativa de la familia Streptococcaceae y del género Streptococcus en cerdos que consumieron la dieta CD0 que en los animales alimentados con la dieta CD85 sugirió una salud intestinal comprometida28 porque estos microorganismos se han relacionado con procesos inflamatorios a nivel intestinal29. Curiosamente, los cerdos que recibieron la dieta CD85 mostraron un aumento en la abundancia relativa de la familia Bacteroidaceae. La abundancia de esta familia se asoció con dietas ricas en proteínas pero con un menor contenido de fibra fermentable en la microbiota intestinal humana30. Cuando se analiza en conjunto, la mayor abundancia relativa de la familia Ruminococcaceae en cerdos que recibieron la dieta CD0 contribuyó a la menor abundancia de la familia Bacteroidaceae, debido a que las bacterias de la familia Bacteroidaceae no toleran condiciones de pH ácido debido a la actividad fermentativa de las bacterias representadas por la familia Ruminococcaceae31.

Se demostró que el género Prevotella es más abundante en los cerdos alimentados con CD85 que en los alimentados con CD100. Este resultado indicó que estas diferencias están respaldadas por la reducción del contenido energético en la dieta, porque Prevotella juega un papel en el metabolismo de los carbohidratos, como la degradación de polisacáridos y la utilización de oligosacáridos32,33. En nuestro estudio, es posible que una disminución en la EM de la dieta afecte el crecimiento y la supervivencia de ciertos taxones microbianos. Algunos microorganismos pueden ser más dependientes de sustratos o fuentes de energía específicos, y su abundancia puede reducirse a medida que disminuye la disponibilidad de energía. Por otro lado, ciertas poblaciones microbianas que pueden adaptarse a dietas bajas en energía o utilizar fuentes de energía alternativas pueden prosperar, provocando una estructura de comunidad microbiana alterada.

Hasta la fecha, ningún estudio ha informado sobre la abundancia del género Christensenellaceae NSJ-63 y las especies NSJ-63 sp014384805 en el microbioma fecal de los cerdos, como se observó en nuestro estudio en animales que consumieron la dieta CD70 en comparación con los cerdos alimentados con la dieta CD0. Sin embargo, la abundancia de la familia Christensenellaceae se ha relacionado con una mayor tasa de eficiencia alimenticia en cerdos34, estado de salud35 y capacidad para producir ácidos grasos de cadena corta como productos finales de la fermentación del azúcar36. Aunque no se detectó ningún efecto significativo en la familia Christensenellaceae, la mayor abundancia del género y especie en los animales alimentados con la dieta CD70 explica la falta de deterioro en el rendimiento del crecimiento.

La FBR es aceptada como una variable evaluativa beneficiosa para la salud intestinal y por tanto cambios en esta relación pueden promover diversas patologías37. En un experimento anterior, una mayor FBR se relacionó con una mejora de la eficiencia energética y el rendimiento del crecimiento en los cerdos38. Sin embargo, este resultado debe interpretarse con cautela en nuestro estudio porque los cerdos que recibieron la dieta CD100 tuvieron un rendimiento de crecimiento y ATTD de nutrientes similares a los de los cerdos que consumieron la dieta CD85. En resumen, parece que la suplementación con β-mananasa en dietas reducidas en EM que contienen xilanasa-fitasa favoreció el establecimiento de los microbiotipos identificados en nuestro estudio, lo que permitió diferencias en el microbioma fecal en cerdos de engorde. Por lo tanto, aunque una reducción de la EM puede afectar la diversidad alfa y beta en los cerdos, este es sólo un aspecto a considerar al evaluar las complejas interacciones entre la dieta, el microbioma fecal y la salud animal.

Con base en los criterios evaluados en el presente estudio, la suplementación de β-mananasa en dietas que contienen xilanasa-fitasa permitió ahorrar de 85 a 100 kcal de EM/kg al sostener el rendimiento del crecimiento y mejorar la digestibilidad de los nutrientes, pero se produjo una modulación beneficiosa y dinámica de la actividad microbiana. Diversidad alfa en cerdos con 85 kcal de EM/kg. Además, la β-mananasa suplementada en dietas reducidas en EM que contenían xilanasa-fitasa promovió cambios menores en las citoquinas inflamatorias sin afectar negativamente la respuesta biológica de los cerdos en crecimiento.

Todos los protocolos experimentales fueron aprobados por un comité institucional y/o de licencias designado por la Universidade Estadual do Oeste do Paraná (Unioeste, Brasil) (protocolo n.° 17/2022). Todos los métodos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices y regulaciones pertinentes. Todos los métodos se informaron de acuerdo con las pautas de ARRIVE (https://arriveguidelines.org/arrive-guidelines).

Un total de 40 cerdos machos híbridos (Landrace × Large White) que pesaban 26,09 ± 0,96 kg fueron asignados en un diseño de bloques completos al azar basado en el peso corporal dentro de 4 tratamientos dietéticos y 10 repeticiones de corral, con un animal por corral como unidad experimental.

Los animales fueron pesados, identificados con crotales numerados y alojados en una instalación de mampostería con baldosas cerámicas, con corrales de piso completamente compactado (6,34 m2), dispuestos en dos filas, divididas por un corredor central, como lo describen Genova et al.39 . Todos los corrales estaban equipados con un comedero semiautomático ubicado en el frente y un bebedero.

La temperatura ambiente (20,40 ± 6,65 °C) y la humedad relativa (63,66 ± 19,30%) se registraron durante el período experimental utilizando un registrador de datos con pantalla digital (Hygro-Termómetro, modelo RT811) instalado en el centro de la instalación. El control de la temperatura y ventilación del interior de las instalaciones se realizó con la ayuda de cortinas laterales y árboles a ambos lados.

El período experimental tuvo una duración de 42 días y se dividió en dos fases: crecimiento I (0 a 25 días) y crecimiento II (25 a 42 días). Las dietas se formularon a base de maíz molido y harina de soja, suplementadas con aminoácidos industriales siguiendo los requerimientos nutricionales propuestos por Rostagno et al.1 (Cuadro 4). Todas las dietas se proporcionaron en forma de harina, ad libitum y fueron isonutricionales con variaciones únicamente en el contenido de aceite de soja e inertes (caolín).

Los tratamientos dietéticos estuvieron compuestos por: 1) una dieta control que contenía fitasa y xilanasa aisladas valoradas en 40 kcal de EM/kg (CD0), 2) CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valoradas en 30 kcal de EM/kg) (CD70), 3) CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 45 kcal de EM/kg) (CD85), y 4) CD0 + β-mananasa (0,3 g/kg valorados en 60 kcal de EM/kg ) (CD100). La valorización de EM en las dietas se basó en el requerimiento de 3.300 kcal EM/kg y 3.350 kcal EM/kg para cerdos en las fases de crecimiento I y II, respectivamente1.

La xilanasa (Sunhy Biology Co., Ltd, Wuhan, HB, China; número de registro PR-08978 03,462) era un producto obtenido de Trichoderma longibrachiatum con una actividad de 10.000 U/g. AU de xilanasa es la cantidad de enzima que libera 1 micromol de azúcar reductor de una solución de xilano (5 mg/mL) a 37 °C y pH 5,5. La fitasa (Sunhy Biology Co., Ltd, Wuhan, HB, China; número de registro PR 000,267–4.000005) era un producto de Aspergillus niger con una actividad de 1000 U/g de sólido seco a 37 °C y pH 5,5. La β-mananasa (Elanco Animal Health, Inc., São Paulo, SP, Brasil; número de registro SP-59122 30.011, Hemicell™ HT) se obtuvo de Paenibacillus lentus con una actividad de 160.000 U/g. AU de β-mananasa es la cantidad de enzima que libera 0,72 mcg de azúcares reductores (equivalente a D-manosa) por minuto de la langosta goma (concentración de mananos del 88%) a 40 °C y pH 7,5.

Se proporcionó dieta y agua ad libitum a los animales. Las dietas se pesaron diariamente antes de la alimentación y las sobras y desechos se recolectaron manualmente para determinar la ingesta diaria promedio de alimento (CMD, kg/día). Los animales se pesaron los días 0, 25 y 42 para controlar el peso corporal inicial (IBW, kg), el peso corporal final (FBW, kg), la ganancia de peso diaria (DWG, kg/día) y calcular la relación ganancia-alimento (G :F, kg:kg).

La evaluación se realizó mediante recolección parcial de heces al final de las fases de crecimiento, siguiendo los procedimientos para la determinación del puntaje fecal39. Previo al inicio de la recolección, los corrales fueron limpiados (0800) y los animales fueron monitoreados durante 12 h ininterrumpidas. Durante este período, se recolectaron muestras fecales varias veces inmediatamente después de que los animales defecaran, excepto la fracción de heces que estuvo en contacto con el piso de los corrales. Inmediatamente, el material muestreado se almacenó en las bolsas plásticas de polietileno identificadas y se colocaron en cajas térmicas (4ºC) hasta el final del período de recolección. Posteriormente, se homogeneizaron las heces correspondientes a cada corral, se tomó una alícuota por duplicado (110 g cada una), se pesó en una balanza (bel ingeniería, modelo M4102, Monza, LOM, Italia) y se secó en estufa de ventilación forzada (Tecnalbrand, Modelo SF-325 NM; Piracicaba, SP, Brasil) a 55 °C durante 72 h para determinar la materia seca40. Los valores obtenidos se clasificaron según la consistencia fecal, siguiendo la metodología adaptada41.

Se evaluaron in vivo la profundidad del lomo y el espesor de la grasa dorsal en todos los animales en la región lumbar P242 al final de la fase de crecimiento II (el día 42) utilizando un equipo de ultrasonido (Aloka Co., Ltd., SSD-500 vet, Tokio, Japón) equipado con transductor lineal de 15 cm y funcionamiento en frecuencia de 3,5 MHz. Se utilizó una cantidad (≅ 45 ml) de aceite vegetal como acoplador acústico después de tricotomizar la región utilizando un dispositivo depilador indoloro39. Los animales se mantuvieron individualmente en jaulas metálicas para el registro de datos inmediatamente después de capturar la región lumbar.

Los procedimientos adoptados coinciden con los descritos en un estudio previo39. Todos los animales ayunaron durante 8 h al final de la fase de crecimiento II (el día 42). La extracción de sangre (≅ 10 ml) se realizó mediante punción de la vena cava craneal anterior. La sangre se recogió utilizando jeringas de 20 ml y agujas de calibre 1,2 × 40 mm, y las dosis se transfirieron a uno de tres tubos (tubo de vidrio para recolección de sangre al vacío, Labingá, PR, Brasil) que contenían fluoruro de potasio, EDTA y ningún anticoagulante. Los tubos fueron previamente identificados, transferidos a una caja térmica que contenía hielo (4 °C) y enviados al laboratorio de sangre para su posterior análisis. Luego, los tubos que contenían las muestras fueron centrifugados (centrífuga analógica Centrilab, modelo 80-2B, Rio de Janeiro, RJ, Brasil) a 3000 g durante 10 min. Luego, ≅ 3 mL de plasma o suero se transfirieron a tubos de polietileno eppendorf previamente identificados y se congelaron (-18 °C) para el análisis de urea (método enzimático-colorimétrico), glucosa (método enzimático-colorimétrico), colesterol (método enzimático-colorimétrico). ), proteína total (método enzimático-biuret) y albúmina (colorimétrica: verde de bromocresol). Los análisis fueron realizados por espectrofotometría con ayuda de un analizador (marca Bel, modelo SPECTRO S05, Rio de Janeiro, RJ, Brasil), utilizando kits ANALISA específicos (Gold Analisa Diagnostic, Belo Horizonte, MG, Brasil) en el laboratorio de sangre de Unioeste. El valor de globulina se calculó considerando la diferencia entre proteína total y albúmina plasmática.

Se almacenaron muestras de sangre de 8 animales por tratamiento a -80ºC y se enviaron al laboratorio IMUNOVA (Curitiba, PR, Brasil) para la detección simultánea de IL-1β, IL-4, IL-6, IL-8, IL-10, IL- 12/23p40, IFN-alfa, IFN-gamma y TNF-alfa en suero, utilizando ensayo multiplex con kit comercial (Invitrogen EPX090-60,829–901) y aplicando la tecnología Luminex xMAP®, que utiliza nanoesferas magnéticas conjugadas con anticuerpos específicos para cada objetivo detectable.

El indicador ceniza ácida insoluble (IAA, celite®) se añadió en los tratamientos dietéticos (10 g/kg de dieta) al final de la fase de crecimiento II (el día 42) para evaluar la ATTD mediante recolección parcial de heces44. Las dietas que contenían el indicador se homogeneizaron durante 10 min utilizando un mezclador vertical, como se realizó anteriormente39. Luego, estas dietas se alimentaron durante tres días antes del inicio de la recolección. Al cuarto día se realizó la recolección parcial de heces, según metodología adaptada44. Se registraron el inicio y el final de la dieta, así como el consumo de alimento por corral. Las heces se recogieron durante 12 h el cuarto día. Durante la recolección, las heces se almacenaron en bolsas de plástico de polietileno previamente identificadas y se mantuvieron en cajas térmicas que contenían hielo (4ºC). Una vez finalizada la recolección, las muestras se almacenaron en un congelador (-18 °C) para su posterior análisis.

Posteriormente, las muestras fueron descongeladas, homogeneizadas y se tomó una alícuota por duplicado técnico (110 g cada una), se pesó en una balanza (bel ingeniería, modelo M4102, Monza, LOM, Italia) y se secó (55 °C por un período de 72 h) en estufa de ventilación forzada (Tecnalbrand, modelo SF-325 NM; Piracicaba, SP, Brasil)40. Luego, las muestras fueron molidas en un molino micropulverizador (R-TE-350; Tecnal Equipment Scientific, Piracicaba, SP, Brasil), y almacenadas en contenedores plásticos previamente identificados.

El análisis de AIA se realizó mediante digestión con ácido clorhídrico (4N)43. La composición química de las dietas y heces se realizó según la metodología descrita por Silva y Queiroz40 para PB mediante el procedimiento de Kjeldahl, MS, materia mineral (MM) y cálculo de MO. El análisis de energía bruta (GE) de dietas y heces se realizó mediante la combustión de muestras en una bomba calorimétrica (IKA®, modelo C200, Wilmington, NC, EE. UU.).

Con base en los resultados brutos, se calcularon el porcentaje de recuperación de IAA y los coeficientes ATTD de MS, CP, OM y GE43. Los valores de nutrientes y energía digestibles se calcularon en porcentaje de ATTD de MS, PB, MO y kcal/kg de ED, según las ecuaciones establecidas por Sakomura y Rostagno43.

La evaluación de la tasa de paso de la digesta total se realizó al final de las fases de crecimiento (los días 25 y 42) mediante la excreción de marcadores fecales (óxido férrico)45. Se pesó una cantidad estándar de dieta añadiendo un 1,5% de marcador y se homogeneizó para asegurar la ingesta en una sola comida, como se adoptó en un estudio previo realizado por nuestro equipo39. Toda la dieta presente en los comederos se eliminó 1 hora antes del inicio de la dieta marcadora y se almacenó en recipientes etiquetados para devolverlos al comedero. La alimentación de las dietas marcadas se realizó manualmente de forma ordenada según el tiempo de retirada de la dieta sin el marcador. El momento de la alimentación y el momento en que los animales completaron el consumo total de la dieta marcada (tiempo 0) se registraron individualmente por corral. Se organizó un seguimiento de los corrales para identificar las heces marcadas y registrar el tiempo respectivo. La tasa de paso de la digestión total se calculó en función del tiempo (en minutos) transcurrido entre el consumo total de la dieta marcada y el inicio de la excreción de las heces marcadas.

Se recogieron manualmente muestras fecales del recto (≅ 2 g) de 6 cerdos por tratamiento al final de la fase de crecimiento II (el día 42) y se transfirieron inmediatamente a tubos de plástico Eppendorf estériles de 3 ml utilizando el procedimiento y los estándares descritos en Genova et al. al.39. Inmediatamente, las muestras se congelaron a -80 °C hasta su análisis. Se utilizó un kit comercial (ZR Fecal DNA MiniPrep®, Zymo Research South America, Botucatu, SP, Brasil) para extraer el ADN de las muestras siguiendo el protocolo recomendado por el fabricante. El ADN extraído se cuantificó mediante espectrofotometría a 260 nm. Todas las muestras se procesaron mediante electroforesis en gel de agarosa al 1% para evaluar la integridad del ADN extraído.

Se amplificó un segmento de aproximadamente 460 bases de la región hipervariable V3-V4 del gen del ARN ribosómico 16S utilizando los cebadores universales descritos por la metodología y las siguientes condiciones de PCR: 95 °C durante 3 min, 25 ciclos de 95 °C durante 30 s, 55 °C durante 30 s y 72 °C durante 30 s, seguido de un paso a 72 °C durante 5 min. A partir de estas amplificaciones, se construyó la biblioteca metagenómica utilizando un kit comercial (Nextera DNA Library Preparation Kit de Illumina®). Las amplificaciones se agruparon y posteriormente se secuenciaron en el secuenciador Illumina® MiSeq™46.

Las lecturas obtenidas en el secuenciador se analizaron en la plataforma de conocimientos cuantitativos sobre ecología microbiana (QIIME 2)47, siguiendo un flujo de análisis para la eliminación de secuencias de baja calidad, filtración, eliminación de quimeras y clasificación taxonómica. Las secuencias se clasificaron en géneros bacterianos reconociendo variantes de secuencia de amplicones (ASV), es decir, la homología entre secuencias en comparación con una base de datos. Las secuencias se compararon mediante la actualización de 2019 (SILVA 138), perteneciente a la base de datos de secuencias ribosómicas SILVA48.

Para generar la clasificación de comunidades bacterianas mediante la identificación de ASV, se utilizaron 25.610 lecturas por muestra para normalizar los datos y no comparar muestras con diferente número de lecturas. Las muestras de los identificadores 29.160 y 29.167 se eliminaron debido al bajo número de lecturas (<15.000) que se recuperaron después de los pasos de filtrado de calidad.

Antes de evaluar los resultados del análisis unidireccional de covarianza (ANCOVA) y varianza (ANOVA), se examinó el análisis de residuos estandarizados de Student para detectar valores atípicos (valores mayores o iguales a tres desviaciones estándar). La normalidad de los errores y la homogeneidad de las varianzas entre tratamientos de las variables se evaluaron previamente mediante las pruebas de Shapiro-Wilk y Levene, respectivamente. Para las variables de desempeño del crecimiento, el modelo estadístico utilizado fue: Yijk = µ + Ti + bj + β (Xijk -\({\overline{\mathrm{X}} }_{\dots }\)) + εijk, en el cual Yijk = observación media de la variable dependiente en cada parcela, medida en la i-ésima clase de tratamiento, en el j-ésimo bloque y en la k-ésima replicación; µ = efecto de la media global; Ti = efecto de tratamiento fijo, para i = (1, 2, 3 y 4); bj = efecto aleatorio del bloque, para j = (1 y 2); β = coeficiente de regresión de Y sobre X; Xijk = observación media de la covariable del peso corporal inicial en cada parcela, medida en la i-ésima clase de tratamiento, en el j-ésimo bloque y en la k-ésima replicación; \({\overline{\mathrm{X}} }_{\dots }\)= media general para la covariable X; εijk = error aleatorio asociado con la observación Yijk. Para el resto de variables el modelo estadístico utilizado fue el mencionado anteriormente, sin incluir el efecto covariable.

Los efectos del tratamiento sobre las variables dependientes se examinaron mediante ANCOVA o ANOVA. Se realizaron comparaciones múltiples entre las medias de los tratamientos según la prueba post hoc de Tukey. Estos análisis estadísticos se realizaron utilizando procedimientos de SAS University Edition (SAS Inst. Inc., Cary, NC, EE. UU.). Todos los datos con distribución normal se presentaron como medias con error estándar agrupado de la media.

Para el microbioma fecal, la comparación estadística entre grupos en los análisis de diversidad alfa y en las abundancias relativas de taxones entre todos los grupos experimentales se realizó mediante la prueba no paramétrica de Wilcoxon. Los análisis estadísticos para la diversidad beta se realizaron utilizando el análisis de varianza multivariado permutacional (PERMANOVA) presente en la tubería QIIME 2, utilizando un número de 10,000 permutaciones. Los análisis de diversidad alfa fueron calculados por las bibliotecas phyloseq49 y microbiome50. Para los datos de los análisis de citoquinas, los valores atípicos se identificaron mediante la prueba ROUT (Q = 1%) y la normalidad se evaluó mediante la prueba de D'Agostino-Pearson. Luego, las diferencias estadísticas se determinaron mediante la prueba de Kruskal-Wallis seguida de la prueba post hoc de Dunn. La significancia del tratamiento se indicó cuando P < 0,05 y una tendencia cuando 0,05 < P < 0,1.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

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Agradecemos los esfuerzos y apoyo en la investigación de la Empresa Elanco Animal Health Incorporated, la Universidade Estadual do Oeste do Paraná, la Cooperativa Agroindustrial Copagril y la Universidade Federal de Viçosa.

Esta investigación contó con el apoyo de la empresa Elanco Animal Health Incorporated (1329/2020), la Universidade Estadual do Oeste do Paraná (17/2022) y la Cooperativa Agroindustrial Copagril (12/2020).

Departamento de Ciencia Animal, Universidad Federal de Viçosa, Viçosa, 36570900, Brasil

Jansller Luiz Genova, Hellen Lazarino Oliveira Vilela, Pedro Silva Careli, Damares de Castro Fidelis Toledo & Luciana Navajas Renno

Departamento de Ciencia Animal, Universidad Estatal del Oeste de Paraná, Marechal Cândido Rondon, 85960000, Brasil

Liliana Bury de Azevedo, Paulo Evaristo Rupolo, Silvana Teixeira Carvalho y Paulo Levi de Oliveira Carvalho

Departamento de Ciencia Animal, Universidad Federal de Bahía, Salvador, 40110909, Brasil

Flávia Beatriz Carvalho Cordeiro y Juliana Canto Faveri

Empresa Elanco Animal Health Incorporated, São Paulo, 04794000, Brasil

Marcos Kipper

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PLOC, MK y JCF: conceptualización, curación de datos y gestión de proyectos. JLG, LBA, PER, STC y FBCC: metodología. JLG: software. JLG y PER: análisis estadístico, análisis formal y redacción: preparación del borrador original. PLOC, STC y MK: validación. FBCC, PER y LBA: investigación. JLG, HLOV, FBCC, PSC, DCFT y LNR: redacción, revisión y edición. PLOC, STC, JCF y MK: supervisión. Todos los autores contribuyeron al artículo y aprobaron la versión enviada.

Correspondencia a Jansller Luiz Genova.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Genova, JL, Azevedo, LBd, Rupolo, PE et al. La β-mananasa suplementada en las dietas ahorró de 85 a 100 kcal de energía metabolizable/kg, apoyando el rendimiento del crecimiento y mejorando la digestibilidad de los nutrientes en los cerdos de engorde. Informe científico 13, 12546 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-38776-5

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Recibido: 19 de marzo de 2023

Aceptado: 14 de julio de 2023

Publicado: 02 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-38776-5

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